Kursdetails
Überblick
Vertiefen Sie Ihre Expertise in der 3D-Zellkultur in diesem umfassenden Hybrid-Workshop mit den Schwerpunkten reproduzierbare Sphäroidherstellung, Sauerstoffmessung in Echtzeit, Hypoxie-Profilierung und funktionelle Mitochondrienanalyse.
Das intensive Trainingsprogramm kombiniert zwei Online-Theorietage mit vier Tagen praktischer Laborarbeit und bildet damit den vollständigen Ablauf von der Sphäroidherstellung bis zur fortgeschrittenen funktionellen Charakterisierung ab. Mit MicroSpheres™, SensoSpheres™, der MicrosCube™-Sauerstoffsensorik, Fluoreszenzmikroskopie, konfokaler Bildgebung und mitochondrialen Stresstests sammeln die Teilnehmenden praktische Erfahrung mit modernsten Werkzeugen, die zunehmend in pharmazeutischer Forschung, Krebsbiologie, Toxikologie, Tissue Engineering und Organ-on-Chip-Entwicklung eingesetzt werden.
Im Unterschied zu herkömmlichen 3D-Kulturkursen, die sich vor allem auf die Morphologie konzentrieren, steht in diesem Workshop die funktionelle Biologie der Sphäroide im Mittelpunkt. Die Teilnehmenden lernen, wie die Sauerstoffverfügbarkeit das Zellverhalten prägt, wie sich die Mitochondrienfunktion in dreidimensionalen Geweben messen lässt und wie physiologische Parameter mit Bilddaten zu biologisch aussagekräftigen Erkenntnissen verknüpft werden.
Im Verlauf des Kurses planen die Teilnehmenden Experimente, stellen Sphäroide her, führen Färbungen durch, erfassen Sauerstoffmessungen in Echtzeit, führen mitochondriale Stresstests durch, analysieren ihre eigenen Datensätze und diskutieren, wie sich diese Technologien in ihren eigenen Forschungsprojekten einsetzen lassen.
Voraussetzungen
Dieser Fortgeschrittenenkurs wird Teilnehmenden empfohlen, die:
- Erfahrung in der Säugerzellkultur mitbringen
- ein grundlegendes Verständnis von 3D-Zellkultursystemen haben
- idealerweise Erfahrung mit Fluoreszenzmikroskopie besitzen
- einen Einführungskurs in die 3D-Zellkultur absolviert haben oder über vergleichbare Erfahrung verfügen
Lernziele
Nach Abschluss des Workshops sind die Teilnehmenden in der Lage:
- mit den Plattformen MicroSphere und SensoSphere reproduzierbare Sphäroide herzustellen
- die Prinzipien der Sauerstoffmessung in 3D-Kulturen zu verstehen
- Lebend/Tot- und Mitochondrienfärbungen durchzuführen
- Fluoreszenz- und Konfokalmikroskope für die Sphäroidanalyse zu bedienen
- die Sauerstoffdynamik unter normoxischen, hypoxischen und hyperoxischen Bedingungen zu überwachen
- 3D-Mitochondrien-Stresstests zu planen und durchzuführen
- Sauerstoffverbrauchsprofile und mitochondriale Reaktionen zu analysieren
- Daten aus Bildgebung, Sauerstoffmessung und Funktionsassays zu integrieren
- diese Arbeitsabläufe auf Wirkstoffscreening, Krankheitsmodellierung und Organ-on-Chip-Systeme anzuwenden
Online-Theorieeinheiten
Tag 1 (online) – Grundlagen der 3D-Zellkultur
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 09:00–09:15 | Einführung & Kursüberblick |
| 09:15–09:45 | Vom 2D-Monolayer zur 3D-Zellkultur |
| 09:45–10:30 | MicroSpheres: Prinzipien & Versuchsdesign |
| 10:30–10:45 | Kaffeepause |
| 10:45–11:15 | Färbetechniken in 3D: Lebend/Tot- und Mitochondrien-Sonden |
| 11:15–11:45 | Mikroskopie & Bildgebung: Prinzipien und Tipps |
| 11:45–12:15 | LDH-Assay als funktionelle Messgröße in Sphäroidkulturen |
| 12:15–12:30 | Fragerunde |
Tag 2 (online) – Sauerstoff in der Zellkultur
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 09:00–09:15 | Begrüßung & Fragen |
| 09:15–09:45 | Sauerstoff in der 3D-Zellkultur: Von Hypoxie bis Physioxie |
| 09:45–10:30 | Prinzipien der Sauerstoffmessung |
| 10:30–10:45 | Kaffeepause |
| 10:45–11:15 | Versuchsdesign für Sauerstoffmessung & 3D-Mito-Stresstest |
| 11:15–11:45 | Grundlagen der Datenauswertung |
| 11:45–12:15 | Überblick über die Praxisphase & Arbeitsplan |
| 12:15–12:30 | Zusammenfassung & nächste Schritte |
Praktisches Labortraining
Tag 3 (vor Ort) – Sphäroidherstellung & Sauerstoffmonitoring
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 08:00–08:30 | Begrüßung, Laborplanung & Fragen |
| 08:30–09:30 | Einführung in die BSL-2-Richtlinien |
| 09:30–10:30 | Vorbereitung der MicroSpheres & SensoSpheres; Ernte der 2D-Zellen und Herstellung einer Einzelzellsuspension |
| 10:30–10:45 | Kaffeepause |
| 10:45–12:30 | Abschluss der Zellvorbereitung und parallele Aussaat |
| 12:30–13:30 | Mittagspause |
| 13:30–14:15 | Kalibrierung der MicrosCube-Systeme & Start des 72-Stunden-Sauerstoffmonitorings |
| 14:15–15:00 | Einführung in die Fluoreszenz- & Konfokalmikroskopie |
| 15:00–15:15 | Kaffeepause |
| 15:15–16:00 | Offenes Labor & Fragen |
| 16:00–16:30 | Tagesabschluss & Planung |
Tag 4 (vor Ort) – Bildgebung, Färbung & erste Sauerstoffanalyse
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 09:00–09:15 | Kurzer Rückblick |
| 09:15–09:30 | Erste Sichtung der Sauerstoffkurven |
| 09:30–10:00 | Lebend/Tot-Färbung von durch die Trainer vorbereiteten MicroSphere-Sphäroiden |
| 10:00–10:15 | Kaffeepause |
| 10:15–12:15 | Fluoreszenz- & Konfokalbildgebung |
| 12:15–13:15 | Mittagspause |
| 13:15–14:15 | Hellfeldbildgebung der eigenen MicroSpheres |
| 14:15–14:45 | Anpassung der Hypoxie-/Hyperoxie-Bedingungen |
| 14:45–15:00 | Kaffeepause |
| 15:00–15:45 | Optionale Bildgebung oder Bildanalyse |
| 15:45–16:15 | Fragerunde, Beobachtungen & Planung |
Tag 5 (vor Ort) – Hypoxie-Profilierung & Design von Mito-Stress-Experimenten
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 09:00–09:15 | Rückblick & Planung |
| 09:15–10:00 | Bildgebung der eigenen MicroSpheres |
| 10:00–11:15 | Hypoxie-Färbung: Fixierung & Inkubation mit dem Primärantikörper |
| 11:15–11:30 | Kaffeepause |
| 11:30–12:30 | Optionale Bildgebung oder MitoTracker-Färbung |
| 12:30–13:30 | Mittagspause |
| 13:30–14:00 | Zwischenauswertung der Sauerstoffkurven |
| 14:00–14:45 | Theorieeinheit: 3D-Mito-Stresstest |
| 14:45–15:00 | Kaffeepause |
| 15:00–15:30 | Planung der Mito-Stress-Experimente |
| 15:30–16:15 | Ausblick: Organoide & Organ-on-Chip-Technologien |
Tag 6 (vor Ort) – 3D-Mitochondrien-Stresstests
| Uhrzeit | Inhalt |
|---|---|
| 09:00–09:15 | Rückblick & Planung |
| 09:15–09:30 | Vorbereitung des ersten Mito-Stresstests |
| 09:30–12:00 | 3D-Mito-Stresstest (Kontrolle) |
| 09:45–11:45 | Parallel: Hypoxie-Färbung – Inkubation mit dem Sekundärantikörper |
| 12:00–13:00 | Mittagspause |
| 13:00–13:30 | Vorbereitung des zweiten Mito-Stresstests |
| 13:30–16:00 | 3D-Mito-Stresstest mit Substanzen/Inhibitoren |
| 13:45–15:45 | Parallel: Fluoreszenz- & Konfokalbildgebung der hypoxiegefärbten Proben |
| 16:00–16:30 | Gemeinsame Diskussion & vorläufige Datenauswertung |
Ihr Mehrwert
- reproduzierbare Sphäroidherstellung mit modernen Mikrokavitätensystemen
- Lebend/Tot- und Mitochondrien-Färbetechniken
- Kompetenzen in Fluoreszenz- und Konfokalmikroskopie
- Sauerstoffmessung und -analyse in Echtzeit
- Verständnis von Hypoxie, Normoxie und Physioxie in 3D-Kulturen
- Arbeitsabläufe für funktionelle mitochondriale Stresstests
- fortgeschrittene Strategien der Datenanalyse und -interpretation
- praktische Erfahrung mit Technologien der modernen Wirkstoffentwicklung
- Einblicke in Anwendungen von Organoiden und Organ-on-Chip-Systemen
Die XTech Academy in Zusammenarbeit mit CAVIGEN
- Ort: XTech Academy, BioLabs, Heidelberg
- Dauer: 6 Tage
- Format: Hybrid (2 Online-Theorietage + 4 Labortage in Präsenz)
- Niveau: Mittelstufe (konzipiert für Master-Studierende, Promovierende, Postdocs und Fachkräfte aus Zellbiologie, Onkologie oder regenerativer Medizin)
